• Antes de hacer comentarios directamente a algunos puntos del presente Acuerdo, me gustaría dejar asentado que estoy totalmente de acuerdo con la necesidad de la actualización de la Norma Oficial Mexicana NOM-031-ZOO-1995 e integrar los avances científicos y tecnológicos en materia de diagnóstico y seguimiento epidemiológico. No obstante, es necesario detallar con más claridad cómo se van a integrar estas herramientas diagnósticas, para asegurar reproducibilidad y repetibilidad entre laboratorios. • Artículo 18. Se menciona que el diagnóstico de la tuberculosis se llevará a cabo por medio de pruebas de tuberculina, histopatología, serología, bacteriología y biología molecular. No obstante, el acuerdo no menciona que pruebas serológicas pueden ser usadas y en qué circunstancias. En el acuerdo se menciona la prueba de IFN-γ; no obstante, este no es una prueba serológica sino un ensayo sanguíneo que mide la liberación de interferón gamma (IGRA, por sus siglas en ingles). Las pruebas serológicas detectan la producción de anticuerpos contra el patógeno de interés. Para tuberculosis, las pruebas serológicas están recomendadas en hatos crónicamente infectados, donde su uso puede incrementar la identificación de animales infectados, al ser usado en paralelo con pruebas de tuberculina o pruebas de IFN-γ (McCallan et al., 2021). • Artículo 19. Menciona que las pruebas de tuberculina se aplicaran a bovinos, bisontes y búfalos de agua. No obstante, en ninguna parte del acuerdo se indica cuáles serán los criterios o puntos de corte para determinar reacciones positivas o negativas en búfalos o bisontes. Algunos estudios han descrito diferencias en las reacciones cutáneas en la prueba en búfalos en comparación con los bovinos. Un estudio reciente sugiere usar un punto de corte menor en búfalos (< 3 mm) para determinar reacciones positivas. Así mismo se sugiere el uso de pruebas comparativas, en lugar de pruebas simples o caudales, debido a su mayor exposición a micobacterias ambientales (Smith et al., 2021). • Artículo 19. Se menciona que para determinar la condición zoosanitaria del hato las pruebas de tuberculina se podrán utilizar a partir de los 6 meses, y para el manejo del hato afectado y manejo de recría a partir de los 2 meses de edad. Efectivamente, la evidencia científica sugiere que la prueba de tuberculina y la prueba de IFN-γ son efectivas en becerros mayores a 42 días de edad. Así mismo, los datos experimentales demuestran que becerros infectados <4 meses, presentan lesiones granulomatosas y son capaces de transmitir la infección a sus congéneres(Carrisoza-Urbina et al., 2019). Por lo tanto, no se entiende porque no se incluyen a los animales menores a 6 meses para determinar la condición zoosanitaria del hato. Esto permitiría identificar efectivamente a la mayoría de animales infectados y reducir el riesgo de infección al resto del rebaño (Byrne et al., 2022). • Artículo 27 y 29. Se refieren a la toma de muestras para estudios histopatológicos y bacteriológicos. Ambos artículos refieren que los tejidos deben tener un tamaño aproximado de 2 cm por lado. No obstante, en el Artículo 31 se menciona que la prueba de PCR se puede utilizar como diagnóstico complementario, usando tejidos fijados en formalina, incluidos en parafina, tejidos frescos, o en colonias bacterianas. No obstante, el tamaño del tejido no cambio respecto a lo mencionado en la Norma Oficial; por lo tanto, no queda claro si este tejido será suficiente para todas las pruebas mencionadas. Por lo tanto, se sugiere aclarar si la prueba de PCR se usará como prueba complementaria o ALTERNATIVA al diagnóstico histopatológico. Porque de lo contrario, el tejido no será suficiente para ambas pruebas. • Artículo 31. Se refiere a la prueba de PCR que será utilizado como diagnóstico complementario. No obstante, no se hace mención de los protocolos autorizados por Agricultura para el aislamiento de ADN de los distintos tipos de muestras. Tampoco se mencionan los iniciadores autorizados por Agricultura, ni las condiciones de la PCR. Es importante, estandarizar y autorizar un solo protocolo que sea usado en todos los laboratorios autorizados, ya que el uso de distintos métodos impacta directamente en la cantidad y calidad del ADN afectando así la eficiencia de la prueba de PCR (de Almeida et al., 2013). • Artículo 32. Se menciona que la técnica de tipificación de oligonucléotidos espaciadores o la secuenciación genómica pueden ser usadas como alternativa a la tipificación de tuberculosis por medios bioquímicos. No obstante, comparativamente, estas técnicas son más caras y laboriosas que una PCR multiplex para la identificación de regiones de diferencia (RD) que permiten la diferenciación entre M. tuberculosis, M. bovis, M. bovis BCG (Kim et al., 2013; Krysztopa-Grzybowska et al., 2014). Se sugiere mencionar y detallar el protocolo autorizado por Agricultura para este propósito. Por otra parte, estoy de acuerdo en la necesidad de incluir la genotipificación de M. bovis con el objetivo de incrementar la vigilancia epidemiológica de la enfermedad y determinar vías de transmisión (Milian-Suazo et al., 2008). Pero su ejecución debería estar a cargo de Agricultura para asegurar una correcta rastreabilidad de los casos. Sería pertinente que Senasica solicitará los aislados de M. bovis a los laboratorios autorizados, en conjunto con la información geográfica para poder ir generando un banco de información de las cepas en circulación e identificar focos de infección. • Artículo 33. Se refiere a la prueba de IFN-γ como prueba complementaria o como alternativa a la prueba cervical simple o cervical comparativa en animales mayores a 6 meses. No obstante, como lo mencionado anteriormente, la evidencia indica que dicha prueba es igualmente eficiente en animales mayores a 2 meses (Byrne et al., 2022). Se menciona que la prueba será realizada por laboratorios oficiales o autorizados por Agricultura, pero no se menciona los kits comerciales autorizados, ni particularidades del método y tipo de muestra. La prueba de IFN-γ es muy eficiente, pero altamente sensible a factores externos, como el tiempo del procesamiento de la muestra. La evidencia indica que un tiempo >30 horas entre la toma de muestra y el procesamiento de la misma, afecta substancialmente el resultado de la prueba, pudiendo ocasionar resultados falsos negativos (de Lisle et al., 2017; Gormley et al., 2004). Aunque el acuerdo menciona que esta prueba se realizará si existe facilidad para realizarla, es importante indicar las condiciones para su realización. Sin omitir, que actualmente no existen permisos de importación de dichos kits comerciales. • Artículo 49. Menciona que todos los animales del hato deberán ser sujetos a una prueba inicial que no afecte la curva de lactancia individual. En este caso la prueba de IFN-γ es una alternativa, ya que solo se requiere manejar al ganado 1 vez, en comparación de 2 veces con la prueba de tuberculina. • Artículo 55. Se refiere al manejo de la recría en hatos afectados. Nuevamente, la evidencia indica que becerros > 2 meses pueden ser diagnosticados con las pruebas de campo, además de que es posible identificar granulomas en animales < 4 meses (Carrisoza-Urbina et al., 2019). • Artículo 78. Menciona que los proyectos de investigación y experimentación en animales con tuberculosis bovina deberán ser acordados previamente con SENASICA. Pero no se menciona el procedimiento a seguir. Me parece una acción sumamente pertinente que podría favorecer la creación de vínculos de cooperación solidos entre institutos de investigación, ganaderos y autoridades. No obstante, es fundamental establecer un método de cooperación eficaz que favorezca el avance en el control y erradicación de la tuberculosis bovina. Por lo tanto, se solicita garantizar que esta medida no va obstaculizar el avance científico en la materia. Literatura citada: Byrne, A. W., Barrett, D., Breslin, P., Fanning, J., Casey, M., Madden, J. M., Lesellier, S., & Gormley, E. (2022). Bovine tuberculosis in youngstock cattle: A narrative review. Frontiers in Veterinary Science, 9. https://doi.org/10.3389/fvets.2022.1000124 Carrisoza-Urbina, J., Morales-Salinas, E., Bedolla-Alva, M. A., Hernández-Pando, R., & Gutiérrez-Pabello, J. A. (2019). Atypical granuloma formation in Mycobacterium bovis-infected calves. PLOS ONE, 14(7), e0218547. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218547 de Almeida, I. N., da Silva Carvalho, W., Rossetti, M. L., Costa, E. R. D., & de Miranda, S. S. (2013). Evaluation of six different DNA extraction methods for detection of Mycobacterium tuberculosis by means of PCR-IS6110: preliminary study. BMC Research Notes, 6(1), 561. https://doi.org/10.1186/1756-0500-6-561 de Lisle, G. W., Green, R. S., & Buddle, B. M. (2017). Factors affecting the gamma interferon test in the detection of bovine tuberculosis in cattle. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 29(2), 198–202. https://doi.org/10.1177/1040638716689114 Gormley, E., Doyle, M. B., McGill, K., Costello, E., Good, M., & Collins, J. D. (2004). The effect of the tuberculin test and the consequences of a delay in blood culture on the sensitivity of a gamma-interferon assay for the detection of Mycobacterium bovis infection in cattle. Veterinary Immunology and Immunopathology, 102(4), 413–420. https://doi.org/10.1016/j.vetimm.2004.08.002 Kim, Y., Choi, Y., Jeon, B.-Y., Jin, H., Cho, S.-N., & Lee, H. (2013). A Simple and Efficient Multiplex PCR Assay for the Identification of Mycobacterium Genus and Mycobacterium tuberculosis Complex to the Species Level. Yonsei Medical Journal, 54(5), 1220. https://doi.org/10.3349/ymj.2013.54.5.1220 Krysztopa-Grzybowska, K., Brzezińska, S., Augustynowicz-Kopeć, E., Augustynowicz, E., & Lutyńska, A. (2014). PCR-based genomic deletion analysis of RD-regions in the identification of mycobacteria isolated from adverse events following BCG vaccination or TB suspected cases. Polish Journal of Microbiology, 63(3), 359–362. McCallan, L., Brooks, C., Barry, C., Couzens, C., Young, F. J., McNair, J., & Byrne, A. W. (2021). Serological test performance for bovine tuberculosis in cattle from herds with evidence of on-going infection in Northern Ireland. PLOS ONE, 16(4), e0245655. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0245655 Milian-Suazo, F., Harris, B., Díaz, C. A., Romero Torres, C., Stuber, T., Ojeda, G. A., Loredo, A. M., Soria, M. P., & Payeur, J. B. (2008). Molecular epidemiology of Mycobacterium bovis: Usefulness in international trade. Preventive Veterinary Medicine, 87(3–4), 261–271. https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2008.04.004 Smith, K., Bernitz, N., Cooper, D., Kerr, T. J., de Waal, C. R., Clarke, C., Goldswain, S., McCall, W., McCall, A., Cooke, D., Rambert, E., Kleynhans, L., Warren, R. M., van Helden, P., Parsons, S. D. C., Goosen, W. J., & Miller, M. A. (2021). Optimisation of the tuberculin skin test for detection of Mycobacterium bovis in African buffaloes (Syncerus caffer). Preventive Veterinary Medicine, 188, 105254. https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2020.105254